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殺菌剤は果樹の開花期によく使用され、昆虫による花粉媒介昆虫を脅かす可能性があります。しかし、ミツバチ以外の花粉媒介昆虫（例：単独生活性のハナバチ、ツツガムシ）が、開花期のリンゴに一般的に使用される接触型および全身性殺菌剤にどのように反応するかについてはほとんど分かっていません。この知識のギャップにより、殺菌剤散布の安全な濃度と時期を決定する規制上の決定が制限されます。私たちは、2種類の接触型殺菌剤（キャプタンおよびマンゼブ）と4種類の層間/植物系殺菌剤（シプロサイクリン、ミクロブタニル、ピロストロビン、トリフロキシストロビン）の影響を評価しました。幼虫の体重増加、生存、性比、および細菌多様性への影響。評価は、慢性経口バイオアッセイを用いて実施され、花粉は、現在野外使用に推奨されている用量（1倍）、半用量（0.5倍）、および低用量（0.1倍）に基づいて3種類の用量で処理されました。マンゼブおよびピリチソリンは、すべての用量で体重および幼虫の生存を有意に減少させました。次に、最も高い死亡率の原因となる殺菌剤マンコゼブの幼虫バクテリオームを特徴付けるため、16S遺伝子を配列決定しました。マンコゼブ処理花粉を摂取した幼虫では、細菌の多様性と存在量が著しく減少していることが分かりました。私たちの実験結果は、開花期にこれらの殺菌剤の一部を散布すると、O. cornifronsの健康に特に有害であることを示唆しています。この情報は、果樹保護製品の持続可能な利用に関する将来の管理決定に関連し、花粉媒介者保護を目的とした規制プロセスの基礎となります。
単独生活性のミツバチ Osmia cornifrons（膜翅目：ハチ科）は、1970年代後半から1980年代前半にかけて日本から米国に導入され、それ以来、管理された生態系において重要な花粉媒介者としての役割を果たしてきました。このミツバチの帰化個体群は、米国のアーモンドやリンゴの果樹園で花粉を媒介するミツバチを補完する約50種の野生ミツバチの一部です2,3。ミツバチは、生息地の断片化、病原体、殺虫剤など、多くの課題に直面しています3,4。殺虫剤の中でも、殺菌剤はエネルギー獲得、採餌5、体調管理6,7を低下させます。最近の研究では、ミツバチの健康は、細菌や真菌が栄養や免疫反応に影響を与える可能性があるため、常在微生物や外生微生物に直接影響されることが示唆されていますが8,9、殺菌剤への曝露がミツバチの微生物多様性に及ぼす影響については、研究が始まったばかりです。
果樹園では、リンゴ黒星病、苦腐病、褐色腐敗病、うどんこ病などの病気を治療するため、開花前および開花中に、接触性および全身性のさまざまな効果を持つ殺菌剤が散布されます10,11。殺菌剤は花粉媒介昆虫には無害であると考えられているため、開花期の庭師には推奨されています。ミツバチによるこれらの殺菌剤の曝露と摂取は、米国環境保護庁および他の多くの国の規制機関による農薬登録プロセスの一部であるため、比較的よく知られています12,13,14。しかし、米国では販売承認契約で義務付けられていないため、ミツバチ以外の動物に対する殺菌剤の影響はあまり知られていません15。さらに、一般に、単一のミツバチをテストするための標準化されたプロトコルはなく16,17、テスト用のミツバチを提供するコロニーを維持することは困難です18。ヨーロッパや米国では、野生のミツバチに対する殺虫剤の影響を研究するために、管理されているさまざまなミツバチを使った試験がますます多く行われており、最近では O. cornifrons19 用の標準化されたプロトコルが開発されました。
角のある蜂は単球で、鯉養殖においてミツバチの補助または代替として商業的に利用されています。これらの蜂は3月から4月にかけて羽化し、早熟な雄は雌より3～4日早く羽化します。交尾後、雌は積極的に花粉と蜜を集め、管状の巣腔（天然または人工）内に一連の幼虫房を準備します1,20。卵は巣腔内の花粉に産み付けられ、雌は次の巣腔を準備する前に粘土壁を築きます。1齢幼虫は卵膜に包まれ、胚液を餌とします。2齢から5齢（前蛹）までは、幼虫は花粉を餌とします22。花粉が完全に枯渇すると、幼虫は繭を作り、蛹化し、通常は晩夏に同じ幼虫房内で成虫として羽化します20,23。成虫は翌春に羽化します。成虫の生存率は、食物摂取量に基づく純エネルギー増加量（体重増加量）と相関します。したがって、花粉の栄養価は、天候や農薬への曝露などの他の要因と同様に、生存と健康の決定要因です24。
開花前に散布された殺虫剤や殺菌剤は、植物の維管束内を、経葉的（例えば、一部の殺菌剤のように葉の表面から裏面へ移動可能）25 から真の全身的影響まで、様々な程度に移動する。 は、根から樹冠に浸透することができ、リンゴの花の蜜に入り込み26、そこで O. cornifrons の成虫を殺すことができる27。一部の殺虫剤は花粉にも浸出し、トウモロコシの幼虫の発育に影響を与え、死に至らしめる19。他の研究では、一部の殺菌剤が関連種 O. lignaria の営巣行動を大幅に変える可能性があることが示されている28。さらに、殺虫剤暴露シナリオ（殺菌剤を含む）をシミュレートした実験室および野外研究では、殺虫剤がミツバチと一部の単独性ハチの生理22、形態29、および生存に悪影響を与えることがわかっている。開花期に開花した花に直接散布されるさまざまな殺菌剤スプレーによって、成虫が幼虫の発育のために集めた花粉が汚染される可能性があり、その影響についてはまだ研究されていない30。
幼虫の発育は花粉や消化器系の微生物群集の影響を受けることがますます認識されつつあります。ミツバチのマイクロバイオームは、体重31、代謝変化22、病原体に対する感受性32といったパラメータに影響を与えます。これまでの研究では、発育段階、栄養素、環境が単独生活を送るミツバチのマイクロバイオームに及ぼす影響が検討されています。これらの研究では、幼虫と花粉のマイクロバイオーム33の構造と存在量、そして最も一般的な細菌属であるPseudomonas属とDelftia属の類似性が単独生活を送るミツバチ種間で明らかになっています。しかし、殺菌剤はミツバチの健康を守るための戦略と関連付けられているものの、直接経口曝露による幼虫のマイクロバイオームへの影響については未解明のままです。
本研究では、米国で果樹への使用が承認されている6種類の一般的な殺菌剤について、実際の投与量での影響を検証しました。これらの殺菌剤には、汚染された食物から摂取したトウモロコシスズメガの幼虫に経口投与された接触型および全身型殺菌剤が含まれます。接触型および全身型殺菌剤はミツバチの体重増加を減少させ、死亡率を増加させ、最も深刻な影響はマンコゼブとピリチオピドに関連していることが分かりました。次に、マンコゼブ処理花粉飼料を与えられた幼虫と対照飼料を与えられた幼虫の微生物多様性を比較しました。死亡率の潜在的なメカニズムと、総合的害虫・花粉媒介者管理（IPPM）36プログラムへの影響について考察します。
繭で越冬する成虫 O. cornifrons は、ペンシルバニア州ビグラービルの Fruit Research Center から入手し、-3 ～ 2°C (±0.3°C) で保管しました。実験前 (繭合計 600 個)。2022 年 5 月に、毎日 100 個の O. cornifrons の繭をプラスチック カップに移し (カップあたり 50 個の繭、直径 5 cm × 長さ 15 cm)、カップの内側にワイプを入れて開封を促進し、噛み砕ける基質を提供することで、カワラヒワのストレスを軽減しました37 。繭の入ったプラスチック カップ 2 つを昆虫ケージ (30 × 30 × 30 cm、BugDorm MegaView Science Co. Ltd.、台湾) に入れ、50% ショ糖溶液を入れた 10 ml フィーダーを入れ、4 日間保管して閉鎖と交尾を確実にします。23°C、相対湿度 60%、光周期 10 l (低強度)リンゴの開花ピーク時に、2つの人工巣（トラップ巣：幅33.66×高さ30.48×長さ46.99cm）に、交尾した雌雄各100匹を6日間毎朝（1日100匹）、放しました（補足図1）。ペンシルベニア州立樹木園に設置。近くには、サクランボ（Prunus cerasus 'Eubank' Sweet Cherry Pie™）、モモ（Prunus persica 'Contender'）、Prunus persica 'PF 27A' Flamin Fury®）、ナシ（Pyrus perifolia 'Olympic'、Pyrus perifolia 'Shinko'、Pyrus perifolia 'Shinseiki'）、マルス（Malus coronaria）と多数のリンゴの品種（Malus coronaria、Malus）、国産リンゴ「Co-op 30′ Enterprise™」、マルスリンゴ「Co-Op 31′ Winecrisp™」、ベゴニア「Freedom」、ベゴニア「Golden Delicious」、ベゴニア「Nova Spy」があります。青いプラスチック製の巣箱は、2つの木箱の上に収まります。各巣箱には、不透明なセロハン管 (外径 0.7 cm、長さ 15 cm) (Jonesville Paper Tube Co.、ミシガン州) に挿入された空のクラフト紙管 (らせん状に開いています) が 800 本入っていました。プラスチック製のプラグ (T-1X プラグ) が巣の場所を提供します。
両方の巣箱は東を向いており、げっ歯類や鳥の接近を防ぐために緑色のプラスチック製ガーデンフェンス（Everbilt モデル #889250EB12、開口部サイズ 5 × 5 cm、0.95 m × 100 m）で覆われ、巣箱の土箱の隣の土壌表面に設置されていました。巣箱（補足図 1a）。アワノメイガの卵は、巣から 30 本のチューブを収集して研究室に運ぶことで毎日収集しました。はさみを使用してチューブの端を切り込み、らせん状のチューブを分解して子育て細胞を露出させます。曲がったスパチュラ（Microslide ツールキット、BioQuip Products Inc.、カリフォルニア州）を使用して、個々の卵と花粉を取り除きました。卵は湿らせたろ紙の上でインキュベートし、実験に使用する前に 2 時間ペトリ皿に入れました（補足図 1b-d）。
実験室では、リンゴの開花前と開花中に3つの濃度（0.1倍、0.5倍、1倍。1倍は1エーカーあたり100ガロンの水に散布する濃度。高濃度圃場投与量＝圃場における濃度）で6種類の殺菌剤を散布し、経口毒性を評価した。（表1）。各濃度は16回繰り返し試験した（n = 16）。2種類の接触性殺菌剤（表S1：マンコゼブ2696.14 ppmおよびキャプタン2875.88 ppm）と4種類の全身性殺菌剤（表S1：ピリチオストロビン250.14 ppm、トリフロキシストロビン110.06 ppm、ミクロブタニルアゾール75.12 ppm、シプロジニル280.845 ppm）の果実、野菜、観賞用作物に対する毒性。グラインダーを使用して花粉を均質化し、0.20 gをウェル（24ウェルファルコンプレート）に移し、1μLの殺菌剤溶液を加えて混ぜ、ピラミッド型の花粉を作り、1mmの深さのウェルに卵を入れました。ミニスパチュラを使用して置きました（補足図1c、d）。ファルコンプレートは室温（25°C）、相対湿度70％で保管しました。純水で処理した均質な花粉飼料を与えられた対照幼虫と比較しました。幼虫が前蛹齢に達するまで、死亡率を記録し、分析天秤（Fisher Scientific、精度 = 0.0001 g）を使用して1日おきに幼虫の体重を測定しました。最後に、2.5か月後に繭を開けて性比を評価しました。
O. cornifrons幼虫（処理条件ごとにn = 3、マンコゼブ処理および未処理の花粉）からDNAを抽出し、これらのサンプルを用いて微生物多様性分析を実施しました。特に、マンコゼブ処理ではMnZnを投与した幼虫の死亡率が最も高かったためです。DNAはDNAZymoBIOMICS®-96 MagBead DNAキット（Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン）を用いて増幅・精製し、Illumina® MiSeq™ v3キットを用いて600サイクルでシーケンスしました。細菌16SリボソームRNA遺伝子のターゲットシーケンスは、16S rRNA遺伝子のV3-V4領域をターゲットとするプライマーを用いて、Quick-16S™ NGS Library Prep Kit（Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン）を用いて実施しました。さらに、10% PhiX の包含を使用して 18S シーケンスを実行し、プライマー ペア 18S001 と NS4 を使用して増幅を実行しました。
QIIME2パイプライン（v2022.11.1）を用いてペアリード39をインポートし、処理しました。これらのリードはトリミングおよびマージされ、QIIME2のDADA2プラグイン（qiime dada2 noise pairing）40を用いてキメラ配列が除去されました。16Sおよび18Sのクラス割り当ては、オブジェクト分類プラグインClassify-sklearnと事前学習済みアーティファクトsilva-138-99-nb-classifierを用いて実施しました。
すべての実験データについて、正規性（Shapiro-Wilks）および分散の均一性（Leveneの検定）を確認した。データセットがパラメトリック分析の仮定を満たさず、変換によって残差を標準化できなかったため、時間（2日目、5日目、8日目の3段階の時点）と殺菌剤の2因子を用いたノンパラメトリック二元配置分散分析（Kruskal-Wallis）を実施し、幼虫の生体重に対する処理効果を評価した。その後、Wilcoxon検定を用いて事後ノンパラメトリック一対比較を実施した。ポアソン分布に従う一般化線形モデル（GLM）を用いて、3種類の殺菌剤濃度41,42における殺菌剤の生存率への影響を比較した。差異存在量解析では、アンプリコン配列変異体（ASV）の数は属レベルで集約した。 16S（属レベル）および18S相対存在量を用いたグループ間の差異存在量の比較は、位置、スケール、形状に関する一般化加法モデル（GAMLSS）と、マクロモデルに基づくベータゼロ膨張（BEZI）ファミリー分布を用いて行われた。Microbiome R43（v1.1）1）。差異解析の前に、ミトコンドリアおよび葉緑体種を除外する。18Sの分類学的レベルが異なるため、差異解析には各分類群の最下位レベルのみを使用した。すべての統計解析はR（v. 3.4.3.、CRANプロジェクト）（Team 2013）を用いて行われた。
マンコゼブ、ピリチオストロビン、およびトリフロキシストロビンへの曝露は、O. cornifronsの体重増加を有意に減少させた（図1）。これらの影響は、評価した3つの用量すべてにおいて一貫して観察された（図1a～c）。シクロストロビンおよびミクロブタニルは、幼虫の体重増加に有意な減少を示さなかった。
4 種類の飼料処理 (均一花粉飼料 + 殺菌剤: 対照、0.1 倍、0.5 倍、1 倍の用量) のもとで 3 つの時点で測定したカミキリムシの幼虫の平均新鮮重量。(a) 低用量 (0.1 倍): 最初の時点 (1 日目): χ2: 30.99、DF = 6、P < 0.0001、2 番目の時点 (5 日目): 22.83、DF = 0.0009、3 番目; ポイント (8 日目): χ2: 28.39、DF = 6。(b) 半用量 (0.5 倍): 最初の時点 (1 日目): χ2: 35.67、DF = 6、P < 0.0001、2 番目の時点 (1 日目): χ2: 15.98、DF = 6、P = 0.0090。 3番目の時点（8日目） χ2: 16.47、DF = 6。（c）部位または全用量（1X）：最初の時点（1日目） χ2: 20.64、P = 6、P = 0.0326、2番目の時点（5日目）： χ2: 22.83、DF = 6、P = 0.0009。3番目の時点（8日目）： χ2: 28.39、DF = 6。非パラメトリック分散分析。バーは一対比較の平均±標準誤差（α = 0.05）を表す（n = 16）*P ≤ 0.05、**P ≤ 0.001、***P ≤ 0.0001。
最低用量（0.1倍）では、トリフロキシストロビンで幼虫の体重が60%減少し、マンゼブで49%、ミクロブタニルで48%、ピリチオストロビンで46%減少しました（図1a）。野外用量の半分（0.5倍）に曝露した場合、マンゼブ幼虫の体重は86%、ピリチオストロビンで52%、トリフロキシストロビンで50%減少しました（図1b）。野外用量のマンゼブ全量（1倍）では、幼虫の体重は82%、ピリチオストロビンで70%、トリフロキシストロビン、ミクロブタニル、サンガードで約30%減少しました（図1c）。
死亡率はマンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫で最も高く、次いでピリチオストロビンとトリフロキシストロビンであった。死亡率はマンコゼブとピリチソリンの投与量の増加に伴い増加した（図2；表2）。しかし、アワノメイガの死亡率はトリフロキシストロビンの濃度上昇に伴いわずかに増加したのみであり、シプロジニルとキャプタンは対照群と比較して死亡率を有意に増加させなかった。
6種類の殺菌剤を個別に処理した花粉を摂取したカミキリムシの幼虫の死亡率を比較した。マンコゼブとペントピラミドは、トウモロコシウジへの経口曝露に対してより感受性が高かった（GLM：χ = 29.45、DF = 20、P = 0.0059）（直線、傾き = 0.29、P < 0.001；傾き = 0.24、P <0.00）。
全投与群の平均では、患者全体の39.05%が女性、60.95%が男性でした。対照群では、低用量（0.1倍）および半用量（0.5倍）試験では女性の割合が40%、圃場投与（1倍）試験では30%でした。0.1倍用量では、マンコゼブおよびミクロブタニルを投与された花粉摂取幼虫のうち、成虫の33.33%が女性、成虫の22%が女性、成虫の44%が女性、成虫の44%が女性、対照群では31%が女性でした（図3a）。 0.5倍用量では、マンゼブとピリチオストロビンの併用群では成虫の33%が雌、トリフロキシストロビン群では36%、ミクロブタニル群では41%、シプロストロビン群では46%が雌であった。キャプタン群では53%、対照群では38%であった（図3b）。1倍用量では、マンゼブ群では30%、ピリチオストロビン群では36%、トリフロキシストロビン群では44%、ミクロブタニル群では38%、対照群では50%が雌（38.5%）であった（図3c）。
幼虫期の殺菌剤曝露後の雌および雄の害虫の割合。(a) 低用量（0.1倍）。(b) 半用量（0.5倍）。(c) 圃場用量または全用量（1倍）。
16S 配列解析の結果、マンゼブ処理花粉を与えられた幼虫と未処理花粉を与えられた幼虫では細菌群が異なることが示された (図 4a)。花粉を与えられた未処理幼虫の微生物指数は、マンゼブ処理花粉を与えられた幼虫のそれよりも高かった (図 4b)。観察された群間の豊富さの差は統計的に有意ではなかったが、未処理花粉を与えられた幼虫で観察された差より有意に低かった (図 4c)。相対的存在量から、対照花粉を与えられた幼虫の微生物叢は、マンゼブ処理幼虫を与えられた幼虫の微生物叢よりも多様であることが示された (図 5a)。記述的解析により、対照およびマンゼブ処理サンプルに 28 属が存在することが明らかになった (図 5b)。c 18S 配列解析を使用した解析では、有意差は認められなかった (補足図 2)。
16S配列に基づくSAVプロファイルを、門レベルでのシャノンの豊富さおよび観測された豊富さと比較した。(a) 未処理の花粉を摂取した幼虫（青）とマンコゼブを摂取した幼虫（オレンジ）の微生物群集構造全体に基づく主座標分析（PCoA）。各データポイントは個別のサンプルを表す。PCoAは、多変量t分布のBray-Curtis距離を用いて計算された。楕円は80%信頼区間を表す。(b) 箱ひげ図、生のシャノンの豊富さデータ（点）、およびc. 観測可能な豊富さ。箱ひげ図は、中央値線、四分位範囲（IQR）、および1.5 × IQR（n = 3）のボックスを示す。
マンコゼブ処理済みおよび未処理の花粉を摂取した幼虫の微生物群集の構成。(a) 幼虫における微生物属の相対的存在量。(b) 同定された微生物群集のヒートマップ。Delftia（オッズ比（OR）= 0.67、P = 0.0030）、Pseudomonas（OR = 0.3、P = 0.0074）、Microbacterium（OR = 0.75、P = 0.0617）（OR = 1.5、P = 0.0060）。ヒートマップの行は、相関距離と平均接続性に基づいてクラスター化されています。
研究結果は、開花期に広く散布されている接触型（マンゼブ）および全身型（ピロストロビンおよびトリフロキシストロビン）殺菌剤の経口曝露が、トウモロコシの幼虫の体重増加を有意に減少させ、死亡率を増加させたことを示しています。さらに、マンゼブは前蛹期の微生物叢の多様性と豊かさを有意に減少させました。もう一つの全身型殺菌剤であるミクロブタニルは、3つの用量全てにおいて幼虫の体重増加を有意に減少させました。この影響は2日目（5日目）および3日目（8日目）の時点で顕著でした。一方、シプロジニルおよびキャプタンは、対照群と比較して体重増加または生存率を有意に減少させませんでした。我々の知る限り、本研究は、花粉への直接曝露を通じてトウモロコシ作物を保護するために使用される様々な殺菌剤の圃場散布量の影響を明らかにした初めての研究です。
すべての殺菌剤処理は、対照処理と比較して体重増加を著しく減少させました。幼虫の体重増加に対する効果が最も大きかったのはマンコゼブで、平均 51% 減少し、これにピリチオストロビンが続きました。しかし、他の研究では、幼虫期に対する圃場投与の殺菌剤の有害作用は報告されていません44。ジチオカルバメート系殺生物剤は急性毒性が低いことが示されているものの45、マンコゼブなどのエチレンビスジチオカルバメート (EBDCS) は尿素エチレンスルフィドに分解される可能性があります。他の動物に対する変異原性作用を考慮すると、この分解生成物が観察された作用の原因である可能性があります46,47。以前の研究では、エチレンチオ尿素の生成は、高温48、湿度レベル49、製品保管期間50などの要因の影響を受けることが示されています。殺生物剤を適切に保管することで、これらの副作用を軽減できます。さらに、欧州食品安全機関は、他の動物の消化器系に対して発がん性があることが示されているピリチオピドの毒性について懸念を表明している51。
マンコゼブ、ピリチオストロビン、トリフロキシストロビンの経口投与は、アワノメイガの幼虫の死亡率を増加させる。一方、ミクロブタニル、シプロサイクリン、キャプタンは死亡率に影響を与えなかった。これらの結果は、キャプタンがアワノメイガ（O. lignaria）およびセイヨウミツバチ（Apis mellifera L.）（膜翅目、ミツバチ科）の成虫の生存率を著しく低下させたことを示したLadurnerら52の結果とは異なる。さらに、キャプタンやボスカリドなどの殺菌剤は、幼虫の死亡率52,53,54を引き起こしたり、摂食行動55を変化させたりすることが明らかになっている。これらの変化は、花粉の栄養価、ひいては幼虫期のエネルギー獲得量に影響を与える可能性がある。対照群で観察された死亡率は、他の研究56,57と一致していた。
本研究で観察された雄優位の性比は、VicensとBoschがO. cornutaにおいて以前に示唆したように、交尾の不足や開花期の悪天候といった要因によって説明できるかもしれない。本研究では、雌雄ともに交尾に4日間（一般的に交尾の成功には十分と考えられている期間）を与えられたが、ストレスを最小限に抑えるために意図的に光量を低下させた。しかし、この調整は交尾過程に意図せず干渉する可能性がある61。さらに、ミツバチは雨や低温（5℃未満）などの悪天候を数日間経験し、これも交尾の成功率に悪影響を及ぼす可能性がある4,23。
本研究は幼虫のマイクロバイオーム全体に焦点を当てたものであったが、得られた結果は、ミツバチの栄養と殺菌剤への曝露に重要と考えられる細菌群集間の潜在的な関係性についての知見を提供する。例えば、マンゼブ処理花粉を与えられた幼虫は、未処理花粉を与えられた幼虫と比較して、微生物群集構造と存在量が大幅に減少した。未処理花粉を摂取した幼虫では、細菌群のプロテオバクテリアとアクチノバクテリアが優勢であり、主に好気性または通性好気性であった。通常、単独行動のハチ種に関連するデルフト細菌は、抗生物質活性を持つことが知られており、病原体に対する潜在的な保護的役割を示唆している。別の細菌種であるシュードモナス属は、未処理花粉を与えられた幼虫では豊富であったが、マンゼブ処理された幼虫では大幅に減少した。本研究の結果は、シュードモナス属がO. bicornis35およびその他の単独行動のスズメバチ34で最も豊富な属の1つであると特定した以前の研究を裏付けている。 Pseudomonas が O. cornifrons の健康に果たす役割について実験的証拠は研究されていないが、この細菌は Paederus fuscipes という甲虫の防御毒素の合成を促進し、in vitro でアルギニン代謝を促進することが示されている 35, 65。これらの観察結果は、O. cornifrons の幼虫の発育期間中のウイルスおよび細菌による防御において潜在的な役割を果たすことを示唆している。 Microbacterium は我々の研究で特定されたもう一つの属で、飢餓状態のアメリカミズアブの幼虫に多数存在すると報告されている 66。O. cornifrons の幼虫では、微生物がストレス状態下で腸内細菌叢のバランスと回復力に寄与している可能性がある。さらに、Rhodococcus は O. cornifrons の幼虫に見られ、解毒能力があることが知られている 67。この属は A. florea の腸内にも見られるが、存在量は非常に少ない 68。私たちの研究結果は、幼虫の代謝プロセスを変化させる可能性のある、多数の微生物分類群にわたる多様な遺伝的変異の存在を示しています。しかしながら、O. cornifronsの機能的多様性については、より深い理解が必要です。
要約すると、マンコゼブ、ピリチオストロビン、およびトリフロキシストロビンは、アワノメイガの幼虫の体重増加を抑制し、死亡率を増加させたことを示しています。殺菌剤が花粉媒介昆虫に与える影響についての懸念は高まっていますが、これらの化合物の残留代謝物の影響をより深く理解する必要があります。これらの結果は、農家が果樹の開花前および開花期に特定の殺菌剤の使用を回避するのに役立つ、総合的な花粉媒介昆虫管理プログラムに関する推奨事項に組み込むことができます。具体的には、殺菌剤を選択し、散布時期を変えることで、あるいはより有害性の低い代替剤の使用を推奨することで、36 農家が特定の殺菌剤を回避できるようにします。この情報は、既存の散布プログラムを調整し、殺菌剤を選択する際に散布時期を変更する、あるいはより有害性の低い代替剤の使用を推奨するなど、農薬使用に関する推奨事項を策定する上で重要です。性比、摂食行動、腸内細菌叢、そしてアワノメイガの体重減少と死亡率の根底にある分子メカニズムに対する殺菌剤の悪影響については、さらなる研究が必要です。
図1および図2のソースデータ1、2、3は、figshareデータリポジトリDOI: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996245およびhttps://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996233に保存されています。本研究で解析された配列（図4、5）は、NCBI SRAリポジトリでアクセッション番号PRJNA1023565として公開されています。
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投稿日時: 2024年5月14日