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殺菌剤は木の果実の開花中によく使用され、昆虫の花粉媒介者を脅かす可能性があります。しかし、非ミツバチの花粉媒介者（例：単独性ミツバチ、オスミア・コルニフロン）が開花期のリンゴに一般的に使用される接触殺菌剤や全身性殺菌剤にどのように反応するかについてはほとんど知られていない。この知識のギャップにより、殺菌剤散布の安全な濃度とタイミングを決定する規制上の決定が制限されます。我々は、2 種類の接触型殺菌剤 (キャプタンおよびマンコゼブ) と 4 種類の中間層/植物系殺菌剤 (シプロサイクリン、ミクロブタニル、ピロストロビンおよびトリフロキシストロビン) の効果を評価しました。幼虫の体重増加、生存、性比、細菌の多様性への影響。評価は慢性経口バイオアッセイを用いて行われ、現在野外使用に推奨されている用量（1X）、半分の用量（0.5X）、低用量（0.1X）に基づいて花粉を3回の用量で処理しました。マンコゼブとピリチゾリンのすべての用量で、体重と幼虫の生存率が大幅に減少しました。次に、最も高い死亡率の原因となる殺菌剤であるマンコゼブの幼虫バクテリオムの特徴を明らかにするために、16S 遺伝子の配列を決定しました。われわれは、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫では細菌の多様性と存在量が大幅に減少していることを発見した。私たちの実験結果は、開花中にこれらの殺菌剤の一部を散布すると、O. cornifrons の健康に特に有害であることを示しています。この情報は、果樹保護製品の持続可能な使用に関する将来の管理上の決定に関連し、花粉媒介者の保護を目的とした規制プロセスの基礎として機能します。
孤独な石工蜂 Osmia cornifrons (膜翅目: Megachilidae) は、1970 年代後半から 1980 年代前半に日本から米国に導入され、それ以来、この種は管理された生態系において重要な花粉媒介者の役割を果たしてきました。このミツバチの帰化個体群は、米国のアーモンドやリンゴの果樹園で受粉を行うミツバチを補完する約 50 種の野生ミツバチの一部です2,3。メイソンミツバチは、生息地の分断、病原体、殺虫剤など、多くの課題に直面しています3,4。殺虫剤の中でも、殺菌剤はエネルギーの増加、採餌5、体の調整6,7を減少させます。最近の研究では、メイソンミツバチの健康は共生微生物と外細菌性微生物によって直接影響を受けることが示唆されていますが、細菌や真菌は栄養や免疫反応に影響を与える可能性があるため 8,9、メイソンミツバチの微生物多様性に対する殺菌剤曝露の影響はまだ解明され始めたばかりです。勉強しました。
リンゴ黒星病、苦腐病、褐色腐病、うどんこ病などの病気を治療するために、開花前および開花中にさまざまな効果（接触および全身性）の殺菌剤が果樹園に散布されます10,11。殺菌剤は花粉媒介者には無害であると考えられているため、開花期には園芸家に使用することが推奨されます。ミツバチによるこれらの殺菌剤の曝露と摂取は、米国環境保護庁および他の多くの国の規制機関による農薬登録プロセスの一部であるため、比較的よく知られています12、13、14。しかし、米国では殺菌剤が販売許可契約に基づいて義務付けられていないため、ミツバチ以外の殺菌剤の影響についてはあまり知られていません15。さらに、一般に単一のミツバチを検査するための標準化されたプロトコルはなく 16,17 、検査用のミツバチを提供するコロニーを維持することは困難です 18。ヨーロッパや米国では、野生ミツバチに対する殺虫剤の影響を研究するために、さまざまな管理ミツバチを対象とした試験が行われることが増えており、最近、O. cornifrons 用の標準化されたプロトコルが開発されました19。
ツノバチは単球であり、ミツバチのサプリメントまたは代替品としてコイ作物に商業的に使用されています。これらのミツバチは 3 月から 4 月にかけて出現し、早熟なオスはメスの 3 ～ 4 日前に羽化します。交尾後、メスは花粉と花蜜を積極的に集めて、管状の巣腔（天然または人工）内に一連の繁殖細胞を提供します1,20。卵は細胞内の花粉に産み付けられます。次にメスは次の独房を準備する前に粘土の壁を築きます。1齢幼虫は絨毛膜に包まれており、胚液を食べます。2 齢から 5 齢（前蛹）まで、幼虫は花粉を食べます22。花粉の供給が完全になくなると、通常は夏の終わりに、幼虫は同じ育苗室で繭を形成し、蛹になり、成虫として羽化します20,23。成虫は翌春に羽化します。成人の生存は、食物摂取量に基づく正味エネルギー増加 (体重増加) と関連しています。したがって、花粉の栄養価は、天候や農薬への曝露などの他の要因と同様に、生存と健康の決定要因となります24。
開花前に散布される殺虫剤や殺菌剤は、層を貫通する（例、一部の殺菌剤のように葉の上面から下面に移動できる）25ものから真に全身的な効果まで、さまざまな程度で植物の脈管構造内を移動することができます。根から樹冠に侵入することができ、リンゴの花の蜜に侵入することができ 26、そこで成虫の O. cornifrons を殺すことができます 27。一部の農薬は花粉に浸透し、トウモロコシ幼虫の発育に影響を与え、幼虫を死に至らしめる場合もあります19。他の研究では、一部の殺菌剤が近縁種 O. lignaria の営巣行動を大きく変える可能性があることが示されています 28。さらに、殺虫剤暴露シナリオ（殺菌剤を含む）をシミュレートした実験室および野外研究では、殺虫剤がミツバチおよび一部の単独ミツバチの生理機能 22 形態 29 および生存に悪影響を与えることが示されています。開花中に開いた花に直接塗布されるさまざまな殺真菌スプレーは、幼虫の発育のために成虫が収集した花粉を汚染する可能性があり、その影響はまだ研究されていません 30。
幼虫の発育が花粉や消化器系の微生物群集の影響を受けることがますます認識されてきています。ミツバチのマイクロバイオームは、体重 31、代謝変化 22、病原体に対する感受性 32 などのパラメータに影響を与えます。これまでの研究では、孤独なミツバチのマイクロバイオームに対する発育段階、栄養素、環境の影響が調査されてきました。これらの研究により、孤独なミツバチ種の間で、幼虫と花粉のマイクロバイオームの構造と存在量の類似性が明らかになりました 33 。また、最も一般的な細菌属であるシュードモナス属とデルフティア属も同様でした。しかし、殺菌剤はミツバチの健康を守る戦略と関連しているものの、直接経口曝露による幼虫の微生物叢に対する殺菌剤の影響はまだ解明されていない。
この研究では、米国で樹木果実への使用が登録されている6種類の一般的に使用される殺菌剤の実際の用量の影響をテストした。これには、汚染された食品から得たトウモロコシの蛾の幼虫に経口投与される接触型および全身型殺菌剤が含まれる。私たちは、接触型および浸透型殺菌剤がミツバチの体重増加を減少させ、死亡率を増加させ、マンコゼブとピリチオピドに関連する最も深刻な影響を伴うことを発見しました。次に、マンコゼブ処理花粉食で給餌された幼虫と対照食で給餌された幼虫の微生物の多様性を比較しました。我々は、死亡率の根底にある潜在的なメカニズムと、統合的害虫・花粉媒介者管理（IPPM）36 プログラムへの影響について議論します。
繭で越冬する成虫 O. cornifrons は、フルーツリサーチセンター (ペンシルバニア州ビグラービル) から入手し、-3 ～ 2℃ (±0.3℃) で保存しました。実験前（繭合計600個）。2022年5月、毎日100個のO. cornifronsの繭をプラスチックカップ（カップ当たり繭50個、DI 5cm×長さ15cm）に移し、カップの中にワイプを入れて開きを促進し、咀嚼可能な基質を提供して、石へのストレスを軽減しました。ミツバチ37 .繭が入った 2 つのプラスチック カップを、50% ショ糖溶液を含む 10 ml フィーダーを備えた昆虫かご (30 × 30 × 30 cm、BugDorm MegaView Science Co. Ltd.、台湾) に置き、密閉と交配を確実にするために 4 日間保管します。23°C、相対湿度 60%、光周期 10 l (低強度): 14 日間。100 匹の交尾した雌と雄を 6 日間毎朝 (1 日あたり 100 匹)、リンゴの開花のピーク時に 2 つの人工巣に放しました (トラップ巣: 幅 33.66 × 高さ 30.48 × 長さ 46.99 cm; 補足図 1)。ペンシルベニア州立樹木園の、サクランボ (Prunus cerasus 'Eubank' Sweet Cherry Pie™)、モモ (Prunus persica 'Contender')、Prunus persica 'PF 27A' Flamin Fury®)、ナシ (Pyrus perifolia 'Olympic'、Pyrus の近く) に置かれています。 perifolia ' Shinko'、Pyrus perifolia ' Shinseiki')、コロナリア リンゴの木 (Malus コロナリア) および多数の品種のリンゴの木 (Malus コロナリア、Malus)、国産リンゴの木 'Co-op 30' Enterprise™、Malus リンゴの木 'Co-作品 31 ' Winecrisp™、ベゴニア 'フリーダム'、ベゴニア 'ゴールデン デリシャス'、ベゴニア 'ノヴァ スパイ')。青いプラスチックの巣箱はそれぞれ 2 つの木箱の上に収まります。各巣箱には、800 本の空のクラフト紙管 (スパイラルオープン、内径 0.8 cm × 長さ 15 cm) (Jonesville Paper Tube Co.、ミシガン州) が入っており、これが不透明なセロファン管 (外径 0.7 を参照) に挿入され、営巣場所を提供するプラスチックプラグ (T-1X プラグ) を参照してください。 。
両方の巣箱は東に面しており、げっ歯類や鳥の侵入を防ぐために緑色のプラスチック製の庭用フェンス (Everbilt モデル #889250EB12、開口部サイズ 5 × 5 cm、0.95 m × 100 m) で覆われ、巣箱の土の隣の土壌表面に置かれました。箱。巣箱 (補足図 1a)。トウモロコシ穿孔虫の卵は、毎日巣から 30 個のチューブを集めて実験室に運ぶことによって収集されました。ハサミを使用してチューブの端に切り込みを入れ、スパイラルチューブを分解して成育細胞を露出させます。個々の卵とその花粉は、湾曲したスパチュラ (Microslide ツール キット、BioQuip Products Inc.、カリフォルニア州) を使用して除去されました。卵は湿った濾紙上でインキュベートされ、実験で使用される前にペトリ皿に2時間置かれました（補足図1b〜d）。
研究室では、リンゴの開花前および開花中に 3 つの濃度 (0.1X、0.5X、および 1X、1X は水 100 ガロン/エーカーあたりに適用されるマーク) で適用された 6 種類の殺菌剤の経口毒性を評価しました。高野用量 = 濃度現場で）。、 表1）。各濃度を 16 回繰り返しました (n = 16)。2 種類の接触型殺菌剤 (表 S1: マンコゼブ 2696.14 ppm およびキャプタン 2875.88 ppm) および 4 種類の全身性殺菌剤 (表 S1: ピリチオストロビン 250.14 ppm、トリフロキシストロビン 110.06 ppm、ミクロブタニル アゾール 75 .12 ppm、シプロジニル 280.845 ppm)果物、野菜、観賞用作物に対する毒性。グラインダーを使用して花粉を均質化し、0.20 gをウェル（24ウェルファルコンプレート）に移し、1μLの殺菌剤溶液を加えて混合し、深さ1 mmのウェルを有する錐体花粉を形成し、そこに卵を入れました。ミニスパチュラを使用して配置します(補足図1c、d)。Falcon プレートは室温 (25°C)、相対湿度 70% で保管されました。私たちはそれらを、純水で処理した均一な花粉食を与えた対照幼虫と比較しました。分析天秤 (Fisher Scientific、精度 = 0.0001 g) を使用して、幼虫が前蛹年齢に達するまで、死亡率を記録し、幼虫の体重を 1 日おきに測定しました。最後に、2.5 か月後に繭を開けて性比を評価しました。
DNA を O. cornifrons 幼虫全体 (処理条件ごとに n = 3、マンコゼブ処理花粉と未処理花粉) から抽出し、特にマンコゼブでは幼虫の死亡率が最も高かったため、これらのサンプルに対して微生物多様性分析を実行しました。MnZnを受け取る。DNAZymoBIOMICS®-96 MagBead DNA キット (Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン) を使用して DNA を増幅、精製し、v3 キットを使用して Illumina® MiSeq™ で配列決定しました (600 サイクル)。細菌 16S リボソーム RNA 遺伝子のターゲット シークエンシングは、Quick-16S™ NGS Library Prep Kit (Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン) を使用し、16S rRNA 遺伝子の V3-V4 領域をターゲットとするプライマーを使用して実行されました。さらに、10% PhiX インクルージョンを使用して 18S シーケンスを実行し、プライマー ペア 18S001 および NS4 を使用して増幅を実行しました。
QIIME2 パイプライン (v2022.11.1) を使用して、ペアになった読み取り 39 をインポートして処理します。これらのリードはトリミングおよびマージされ、QIIME2 の DADA2 プラグイン (qiimedada2 ノイズ ペアリング)40 を使用してキメラ配列が削除されました。16S および 18S クラスの割り当ては、オブジェクト分類子プラグイン Classify-sklearn と事前トレーニングされたアーティファクト silva-138-99-nb-classifier を使用して実行されました。
すべての実験データは、正規性 (Shapiro-Wilks) および分散の均一性 (Levene の検定) についてチェックされました。データセットがパラメトリック分析の前提を満たしておらず、変換で残差を標準化できなかったため、2 つの因子 [時間 (3 相 2、5、および 8 日)] を使用してノンパラメトリック二元配置分散分析 (Kruskal-Wallis) を実行しました。幼虫の新鮮重量に対する処理の効果を評価するために、時間ポイント）および殺菌剤]を評価し、ウィルコクソン検定を使用して事後ノンパラメトリックペアワイズ比較を実行しました。我々は、ポアソン分布を持つ一般化線形モデル (GLM) を使用して、3 つの殺菌剤濃度にわたる生存に対する殺菌剤の影響を比較しました 41,42。差次的な存在量分析では、アンプリコン配列変異体 (ASV) の数が属レベルで分類されました。16S (属レベル) と 18S 相対存在量を使用したグループ間の差分存在量の比較は、マクロでモデル化されたベータ ゼロインフレート (BEZI) ファミリー分布を備えた位置、スケール、および形状の一般化加算モデル (GAMLSS) を使用して実行されました。 。マイクロバイオーム R43 (v1.1) にあります。1)。差分分析の前にミトコンドリアおよび葉緑体種を削除します。18S の分類レベルが異なるため、各分類群の最低レベルのみを差分分析に使用しました。すべての統計分析は、R (v. 3.4.3.、CRAN プロジェクト) (Team 2013) を使用して実行されました。
マンコゼブ、ピリチオストロビン、トリフロキシストロビンへの曝露により、O. cornifrons の体重増加が大幅に減少しました (図 1)。これらの効果は、評価した 3 つの用量すべてで一貫して観察されました (図 1a ～ c)。シクロストロビンとミクロブタニルは幼虫の体重を大幅に減少させませんでした。
4 つの食餌処理 (均質な花粉飼料 + 殺菌剤: 対照、0.1X、0.5X、および 1X 用量) のもとで 3 つの時点で測定された茎穿孔虫幼虫の平均生体重。(a) 低用量 (0.1X): 最初の時点 (1 日目): χ2: 30.99、DF = 6。P < 0.0001、2 番目の時点 (5 日目): 22.83、DF = 0.0009。三回目;ポイント (8 日目): χ2: 28.39、DF = 6。(b) 半分の用量 (0.5X): 最初の時点 (1 日目): χ2: 35.67、DF = 6。P < 0.0001、2 番目の時点 (1 日目)。): χ2: 15.98、DF = 6;P = 0.0090;3 番目の時点 (8 日目) χ2: 16.47、DF = 6。(c) 部位または全用量 (1X): 最初の時点 (1 日目) χ2: 20.64、P = 6。P = 0.0326、2 番目の時点 (5 日目): χ2: 22.83、DF = 6。P = 0.0009;3 番目の時点 (8 日目): χ2: 28.39、DF = 6。ノンパラメトリック分散分析。棒はペアごとの比較の平均±標準誤差を表します (α = 0.05) (n = 16) *P ≤ 0.05、**P ≤ 0.001、***P ≤ 0.0001。
最低用量（0.1X）では、幼虫の体重はトリフロキシストロビンで60％、マンコゼブで49％、ミクロブタニルで48％、ピリチストロビンで46％減少しました（図1a）。野外線量の半分（0.5倍）に曝露すると、マンコゼブ幼虫の体重は86％、ピリチオストロビンは52％、トリフロキシストロビンは50％減少しました（図1b）。マンコゼブの全野外用量（1X）は幼虫の体重を82％、ピリチオストロビンは70％、トリフロキシストロビン、ミクロブタニルおよびサンガードは約30％減少させました（図1c）。
死亡率はマンコゼブ処理花粉を与えた幼虫で最も高く、次いでピリチオストロビン、トリフロキシストロビンであった。マンコゼブとピリチゾリンの用量が増加すると、死亡率が増加しました（図 2、表 2）。しかし、トリフロキシストロビン濃度が増加しても、トウモロコシ穿孔虫の死亡率はほんのわずかしか増加しませんでした。シプロジニルとキャプタンは、対照治療と比較して死亡率を有意に増加させませんでした。
6 種類の異なる殺菌剤で個別に処理した花粉を摂取した後のボーラーバエ幼虫の死亡率を比較しました。マンコゼブとペントピラミドは、トウモロコシウジ虫への経口曝露に対してより感受性が高かった（GLM: χ = 29.45、DF = 20、P = 0.0059）（直線、傾き = 0.29、P < 0.001; 傾き = 0.24、P <0.00））。
すべての治療の平均では、患者の 39.05% が女性、60.95% が男性でした。対照治療では、女性の割合は低用量（0.1X）研究と半用量（0.5X）研究の両方で40％、野外用量（1X）研究では30％でした。0.1X用量では、マンコゼブとミクロブタニルで処理した花粉を与えられた幼虫のうち、成虫の33.33%がメス、成虫の22%がメス、成虫の44%がメス、成虫の44%がメスでした。成虫の41％がメスで、対照は31％でした（図3a）。0.5倍の用量では、マンコゼブとピリチオストロビン群の成虫の33%がメスで、トリフロキシストロビン群では36%、ミクロブタニル群では41%、シプロストロビン群では46%でした。この数字はグループ内で 53% でした。キャプタングループでは38％、コントロールグループでは38％でした（図3b）。1X 用量では、マンコゼブ群の 30% が女性、ピリチオストロビン群の 36%、トリフロキシストロビン群の 44%、ミクロブタニル群の 38%、対照群の 50% が女性でした – 38.5% (図 3c) 。
幼虫期の殺菌剤暴露後のメスとオスの穴あき虫の割合。(a) 低用量 (0.1X)。(b) 半分の用量 (0.5X)。(c) フィールド線量またはフル線量 (1X)。
16S配列分析により、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫と未処理花粉を与えられた幼虫では細菌グループが異なることが示されました（図4a）。花粉を与えられた未処理幼虫の微生物指数は、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫よりも高かった（図4b）。観察されたグループ間での富みの差は統計的に有意ではありませんでしたが、未処理の花粉を食べた幼虫で観察された差よりも有意に低かった（図4c）。相対的な存在量は、対照花粉を与えられた幼虫の微生物叢が、マンコゼブ処理幼虫を与えられた幼虫の微生物叢よりも多様であることを示しました（図5a）。記述的分析により、対照サンプルおよびマンコゼブ処理サンプル中に 28 属が存在することが明らかになりました (図 5b)。c 18S シーケンスを使用した分析では、有意な違いは明らかになりませんでした (補足図 2)。
16S 配列に基づく SAV プロファイルをシャノンの豊富さと門レベルで観察された豊富さと比較しました。（a）未処理の花粉を与えられた幼虫または対照（青）およびマンコゼブを与えられた幼虫（オレンジ）における全体的な微生物群集構造に基づく主座標分析（PCoA）。各データ ポイントは個別のサンプルを表します。PCoA は、多変量 t 分布の Bray-Curtis 距離を使用して計算されました。楕円は 80% の信頼水準を表します。(b) 箱ひげ図、生のシャノン資産データ (ポイント)、および c.目に見える豊かさ。箱ひげ図には、中央線、四分位範囲 (IQR)、および 1.5 × IQR (n = 3) のボックスが表示されます。
マンコゼブ処理した花粉と未処理の花粉を食べた幼虫の微生物群集の構成。(a) 幼虫における微生物属の相対的な存在量の読み取り。(b) 同定された微生物群集のヒート マップ。Delftia (オッズ比 (OR) = 0.67、P = 0.0030) および Pseudomonas (OR = 0.3、P = 0.0074)、Microbacterium (OR = 0.75、P = 0.0617) (OR = 1.5、P = 0.0060);ヒート マップ行は、相関距離と平均接続性を使用してクラスター化されます。
私たちの結果は、開花期に広く適用された接触型殺菌剤（マンコゼブ）および浸透型殺菌剤（ピロストロビンおよびトリフロキシストロビン）への経口曝露により、トウモロコシ幼虫の体重増加が大幅に減少し、死亡率が増加したことを示しています。さらに、マンコゼブは前蛹期のマイクロバイオームの多様性と豊かさを大幅に減少させました。別の全身性殺菌剤であるミクロブタニルは、3 回の投与すべてで幼虫の体重増加を大幅に減少させました。この効果は、2 番目 (5 日目) と 3 番目 (8 日目) の時点で明らかでした。対照的に、シプロジニルとキャプタンは、対照群と比較して体重増加や生存率を有意に減少させませんでした。私たちの知る限り、この研究は、直接花粉にさらされてトウモロコシ作物を保護するために使用されるさまざまな殺菌剤の圃場使用量の影響を決定した最初の研究です。
すべての殺菌剤処理は、対照処理と比較して体重増加を有意に減少させた。マンコゼブは幼虫の体重増加に最大の効果をもたらし、平均 51% 減少し、ピリチオストロビンがそれに続きました。しかし、他の研究では、幼虫期に対する殺菌剤の野外投与による悪影響は報告されていない。ジチオカルバメート系殺生物剤は急性毒性が低いことが示されていますが 45、マンコゼブなどのエチレン ビスジチオカルバメート (EBDCS) は尿素エチレン硫化物に分解される可能性があります。他の動物におけるその突然変異誘発効果を考えると、この分解生成物が観察された効果の原因である可能性があります 46,47。これまでの研究では、エチレンチオ尿素の生成は、高温48、湿度レベル49、製品の保管期間50などの要因に影響されることが示されています。殺生物剤を適切に保管することで、これらの副作用を軽減できます。さらに、欧州食品安全機関は、他の動物の消化器系に対して発がん性があることが示されているピリチオピドの毒性について懸念を表明しています51。
マンコゼブ、ピリチオストロビン、トリフロキシストロビンを経口投与すると、アワノメイガ幼虫の死亡率が増加します。対照的に、ミクロブタニル、シプロサイクリン、およびキャプタンは死亡率に影響を与えませんでした。これらの結果は、キャプタンが成体 O. lignaria および Apis mellifera L. (膜翅目、アピシ科) の生存を有意に減少させることを示した Ladurner らの結果とは異なります 52。さらに、キャプタンやボスカリドなどの殺菌剤は、幼虫の死亡率を引き起こしたり、摂食行動を変化させたりすることがわかっています。これらの変化は、花粉の栄養の質に影響を与え、最終的には幼虫期のエネルギー獲得に影響を与える可能性があります。対照群で観察された死亡率は他の研究と一致していた 56,57。
私たちの研究で観察された雄を好む性比は、Vicens と Bosch が O. cornuta について以前に示唆したように、不十分な交配や開花時の悪天候などの要因によって説明される可能性があります。私たちの研究では、雌と雄の交尾までに 4 日間の猶予が与えられましたが (通常、交尾が成功するのに十分な期間であると考えられています)、ストレスを最小限に抑えるために意図的に光の強度を下げました。ただし、この変更は意図せずに嵌合プロセスに干渉する可能性があります61。さらに、ミツバチは雨や低温（5℃未満）などの悪天候を数日間経験し、これも交尾の成功に悪影響を与える可能性があります4,23。
私たちの研究は幼虫のマイクロバイオーム全体に焦点を当てていましたが、その結果は、ミツバチの栄養と殺菌剤への曝露にとって重要である可能性のある細菌群集間の潜在的な関係についての洞察を提供します。例えば、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫は、未処理花粉を与えられた幼虫と比較して、微生物群集の構造と存在量が大幅に減少しました。未処理の花粉を摂取する幼虫では、細菌群であるプロテオバクテリアと放線菌が優勢であり、主に好気性または通性好気性でした。デルフト細菌は、通常、単独で生息するミツバチの種に関連しており、抗生物質活性を持つことが知られており、病原体に対する潜在的な保護的役割を示しています。別の細菌種であるシュードモナスは、未処理の花粉を与えられた幼虫には豊富に存在していましたが、マンコゼブで処理された幼虫では大幅に減少しました。私たちの結果は、Pseudomonas が O. bicornis 35 および他の単独性のハチの中で最も豊富な属の 1 つであると特定した以前の研究を裏付けています 34。O. cornifrons の健康における Pseudomonas の役割についての実験的証拠は研究されていませんが、この細菌は甲虫 Paederus fuscipes の保護毒素の合成を促進し、in vitro でアルギニン代謝を促進することが示されています 35, 65。これらの観察は示唆しています。 O. cornifrons 幼虫の発生期間中のウイルスおよび細菌防御における潜在的な役割。ミクロバクテリウムは我々の研究で同定された別の属であり、飢餓条件下のクロ兵バエの幼虫に多数存在すると報告されている66。O. cornifrons 幼虫では、微生物はストレス条件下での腸内マイクロバイオームのバランスと回復力に貢献している可能性があります。さらに、ロドコッカスは O. cornifrons の幼虫で発見され、その解毒能力で知られています 67。この属は A. florea の腸にも見られますが、存在量は非常に少ないです 68。私たちの結果は、幼虫の代謝プロセスを変化させる可能性がある多数の微生物分類群にわたって複数の遺伝的変異が存在することを示しています。ただし、O. cornifrons の機能的多様性については、より深い理解が必要です。
要約すると、結果は、マンコゼブ、ピリチオストロビン、およびトリフロキシストロビンが体重増加を減少させ、アワノメイガ幼虫の死亡率を増加させたことを示しています。花粉媒介者に対する殺菌剤の影響についての懸念が高まっていますが、これらの化合物の残留代謝産物の影響をより深く理解する必要があります。これらの結果は、殺菌剤を選択し、散布のタイミングを変えることによって、あるいは有害性の低い代替品の使用を奨励することによって、農家が果樹の開花前および開花中に特定の殺菌剤の使用を避けるのに役立つ統合花粉媒介者管理プログラムの推奨事項に組み込むことができます 36。 この情報は、推奨事項を作成するために重要です。既存の散布プログラムを調整したり、殺菌剤を選択する際の散布タイミングを変更したり、危険性の低い代替品の使用を促進したりするなど、殺虫剤の使用について。性比、摂食行動、腸内微生物叢、およびアワノメイガの体重減少と死亡率の根底にある分子機構に対する殺菌剤の悪影響については、さらなる研究が必要である。
図 1 および 2 のソース データ 1、2、および 3 は、figshare データ リポジトリ DOI: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996245 および https://doi.org/10.6084/m9 に保管されています。figshare.24996233。現在の研究で分析された配列 (図 4、5) は、アクセッション番号 PRJNA1023565 で NCBI SRA リポジトリから入手できます。
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投稿日時: 2024 年 5 月 14 日