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殺菌剤は果樹の開花期によく使用され、昆虫の受粉媒介者を脅かす可能性があります。しかし、開花期にリンゴによく使用される接触型および全身性殺菌剤に対して、ミツバチ以外の受粉媒介者（例：単独性ミツバチ、Osmia cornifrons）がどのように反応するかについてはほとんど知られていません。この知識のギャップにより、殺菌剤散布の安全な濃度とタイミングを決定する規制上の決定が制限されます。私たちは、2種類の接触型殺菌剤（キャプタンとマンコゼブ）と4種類の層間/植物系殺菌剤（シプロサイクリン、ミクロブタニル、ピロストロビン、トリフロキシストロビン）の影響を評価しました。幼虫の体重増加、生存、性比、および細菌多様性への影響。評価は、慢性経口バイオアッセイを使用して実施され、花粉は現在野外での使用に推奨されている用量（1X）、半量（0.5X）、および低用量（0.1X）に基づいて3つの用量で処理されました。マンコゼブとピリチソリンのすべての用量で、体重と幼虫の生存が有意に減少しました。次に、最も高い死亡率の原因となる殺菌剤マンコゼブの幼虫の細菌叢を特徴づけるため、16S rRNA遺伝子の配列を決定しました。その結果、マンコゼブ処理した花粉を与えられた幼虫では、細菌の多様性と存在量が著しく減少していることが分かりました。私たちの実験結果は、開花期にこれらの殺菌剤を散布することが、特にオオバナミズキ（O. cornifrons）の健康に有害であることを示しています。この情報は、果樹保護製品の持続可能な使用に関する今後の管理上の意思決定に役立ち、花粉媒介昆虫の保護を目的とした規制プロセスの基礎となります。
単独性のハナバチである Osmia cornifrons (膜翅目: ハキリバチ科) は、1970 年代後半から 1980 年代初頭に日本から米国に導入され、それ以来、管理された生態系において重要な花粉媒介者としての役割を果たしてきました。このハチの帰化個体群は、米国でアーモンドやリンゴの果樹園の花粉を媒介するハチを補完する約 50 種の野生ハチの一部です 2,3。ハナバチは、生息地の分断、病原体、農薬 3,4 など、多くの課題に直面しています。殺虫剤の中でも、殺菌剤はエネルギー獲得、採餌 5、および体調 6,7 を低下させます。最近の研究では、ハナバチの健康は共生微生物や外生微生物によって直接影響を受けることが示唆されていますが 8,9、細菌や真菌は栄養と免疫応答に影響を与える可能性があるため、殺菌剤への曝露がハナバチの微生物多様性に及ぼす影響は研究され始めたばかりです。
リンゴ黒星病、苦腐病、褐腐病、うどんこ病などの病気を治療するために、さまざまな効果（接触型と全身型）を持つ殺菌剤が、開花前と開花中に果樹園に散布されます10,11。殺菌剤は受粉媒介者には無害と考えられているため、開花期には園芸家に推奨されています。ミツバチによるこれらの殺菌剤への曝露と摂取は、米国環境保護庁や他の多くの国の規制機関による農薬登録プロセスの一部であるため、比較的よく知られています12,13,14。しかし、殺菌剤がミツバチ以外の生物に及ぼす影響は、米国では販売承認契約で義務付けられていないため、あまり知られていません15。さらに、一般的に単一のミツバチをテストするための標準化されたプロトコルはなく16,17、テスト用のミツバチを提供するコロニーを維持することは困難です18。ヨーロッパとアメリカでは、野生のミツバチに対する農薬の影響を研究するために、さまざまな飼育ミツバチの試験がますます多く実施されており、最近ではO. cornifrons19用の標準化されたプロトコルが開発されました。
ツノバチは単球であり、コイ養殖においてミツバチの補助または代替として商業的に利用されている。これらのハチは3月から4月にかけて羽化し、早熟なオスはメスより3～4日早く羽化する。交尾後、メスは積極的に花粉と蜜を集め、管状の巣腔（自然または人工）内に一連の育児室を作る1,20。卵は育児室内の花粉の上に産み付けられ、メスは次の育児室を準備する前に粘土の壁を作る。1齢幼虫は卵殻に包まれ、胚液を摂取する。2齢から5齢（前蛹）の間、幼虫は花粉を摂取する22。花粉が完全に枯渇すると、幼虫は繭を作り、蛹化して、通常は晩夏に同じ育児室で成虫として羽化する20,23。成虫は翌春に羽化する。成虫の生存は、食物摂取に基づく正味エネルギー増加（体重増加）と関連している。このように、花粉の栄養価は、天候や農薬への曝露などの他の要因と同様に、生存と健康を左右する決定要因となる24。
開花前に散布された殺虫剤や殺菌剤は、葉の表側から裏側へ移動できるもの（例えば、一部の殺菌剤のように）25 から、真に全身的な効果まで、植物の維管束内をさまざまな程度で移動することができます。根から冠部に侵入できる殺虫剤や殺菌剤は、リンゴの花の蜜に入り込み26、そこで成虫のO. cornifrons27 を殺すことができます。また、一部の殺虫剤は花粉に浸出し、トウモロコシの幼虫の発育に影響を与え、死に至らしめることがあります19。他の研究では、一部の殺菌剤が近縁種のO. lignaria28 の営巣行動を大きく変化させることが示されています。さらに、殺虫剤（殺菌剤を含む）への曝露シナリオをシミュレートした実験室および野外研究では、殺虫剤がミツバチや一部の単独性ハチの生理機能22、形態29、生存に悪影響を与えることが示されています。開花期に開花した花に直接散布される様々な殺菌剤スプレーは、成虫が幼虫の発育のために集める花粉を汚染する可能性があり、その影響はまだ研究されていない30。
幼虫の発育は花粉や消化器系の微生物群集の影響を受けることがますます認識されている。ミツバチのマイクロバイオームは、体重31、代謝変化22、病原体への感受性32などのパラメータに影響を与える。これまでの研究では、単独性ミツバチのマイクロバイオームに対する発育段階、栄養素、環境の影響が調べられてきた。これらの研究により、単独性ミツバチ種間で、幼虫と花粉のマイクロバイオームの構造と存在量33、および最も一般的な細菌属であるPseudomonasとDelftiaに類似性があることが明らかになった。しかし、殺菌剤はミツバチの健康を守る戦略と関連付けられてきたが、直接経口曝露による殺菌剤の幼虫の微生物叢への影響は未だ解明されていない。
この研究では、米国で果樹への使用が登録されている6種類の一般的な殺菌剤（接触型殺菌剤と全身性殺菌剤を含む）を、汚染された食品から経口投与したトウモロコシスズメガの幼虫に、実際の投与量で与えた場合の影響を調べた。接触型殺菌剤と全身性殺菌剤はミツバチの体重増加を減少させ、死亡率を増加させ、マンコゼブとピリティオプドが最も深刻な影響を示した。次に、マンコゼブ処理した花粉を与えられた幼虫と対照食を与えられた幼虫の微生物多様性を比較した。死亡率の根底にある可能性のあるメカニズムと、総合的害虫・花粉媒介者管理（IPPM）36プログラムへの影響について考察する。
繭の中で越冬する成虫の O. cornifrons は、ペンシルベニア州ビッグラービルのフルーツ研究センターから入手し、-3 ～ 2°C (±0.3°C) で保存した。実験前 (合計 600 個の繭)。2022 年 5 月、毎日 100 個の O. cornifrons の繭をプラスチック カップ (1 カップあたり 50 個の繭、直径 5 cm × 長さ 15 cm) に移し、カップの中にワイプを入れて、繭の開口を促進し、噛みやすい基質を提供することで、石蜂のストレスを軽減した 37。繭の入った 2 つのプラスチック カップを、50% ショ糖溶液が入った 10 ml の給餌器を備えた昆虫ケージ (30 × 30 × 30 cm、BugDorm MegaView Science Co. Ltd.、台湾) に入れ、閉鎖と交尾を確実にするために 4 日間保管する。23 °C、相対湿度 60%、光周期 10 l (低強度)：14 日。リンゴの開花がピークを迎える時期に、6日間毎日朝に交尾済みの雌雄100匹を2つの人工巣に放した（トラップ巣：幅33.66×高さ30.48×長さ46.99cm、補足図1）。ペンシルベニア州立植物園に設置され、サクランボ（Prunus cerasus 'Eubank' Sweet Cherry Pie™）、モモ（Prunus persica 'Contender'）、モモ（Prunus persica 'PF 27A' Flamin Fury®）、ナシ（Pyrus perifolia 'Olympic'、Pyrus perifolia ' Shinko'、Pyrus perifolia 'Shinseiki'）、コロナリアリンゴ（Malus coronaria）および多数のリンゴの品種（Malus coronaria、Malus）、国産リンゴ「Co-op 30′ Enterprise™」、リンゴ「Co-Op 31′ Winecrisp™」、ベゴニア「Freedom」、ベゴニア「Golden Delicious」、ベゴニア「Nova Spy」などの近くにあります。青いプラスチック製の鳥の巣箱はそれぞれ、2つの木箱の上に設置されます。各巣箱には、800本の空のクラフト紙チューブ（らせん状に開いており、内径0.8cm×長さ15cm）（Jonesville Paper Tube Co.、ミシガン州）が不透明なセロハンチューブ（外径0.7cm、プラスチックプラグ（T-1Xプラグ）を参照）に挿入されており、営巣場所を提供します。
両方の巣箱は東向きで、げっ歯類や鳥の侵入を防ぐために緑色のプラスチック製の庭用フェンス（Everbilt モデル #889250EB12、開口部サイズ 5 × 5 cm、0.95 m × 100 m）で覆われ、巣箱の土壌ボックスの隣の土壌表面に設置されました。巣箱（補足図 1a）。トウモロコシ穿孔虫の卵は、巣から 30 本のチューブを毎日収集し、研究室に運ぶことによって収集されました。ハサミを使用してチューブの端を切り、らせん状のチューブを分解して育児室を露出させます。湾曲したヘラ（Microslide ツールキット、BioQuip Products Inc.、カリフォルニア）を使用して個々の卵とその花粉を取り除きました。卵は湿らせたろ紙の上でインキュベートし、実験に使用する前に 2 時間ペトリ皿に入れました（補足図 1b-d）。
実験室では、リンゴの開花前と開花中に 3 つの濃度 (0.1X、0.5X、および 1X、ここで 1X は 100 ガロンの水/エーカーあたりに適用されるマークです。高圃場用量 = 圃場における濃度) で適用された 6 つの殺菌剤の経口毒性を評価しました (表 1)。各濃度は 16 回繰り返されました (n = 16)。2 つの接触殺菌剤 (表 S1: マンコゼブ 2696.14 ppm およびキャプタン 2875.88 ppm) と 4 つの全身性殺菌剤 (表 S1: ピリティオストロビン 250.14 ppm、トリフロキシストロビン 110.06 ppm、ミクロブタニルアゾール 75.12 ppm、シプロジニル 280.845 ppm) の果物、野菜、観賞用作物に対する毒性を評価しました。グラインダーで花粉を均質化し、0.20 gをウェル（24ウェルファルコンプレート）に移し、1 μLの殺菌剤溶液を加えて混合し、深さ1 mmのウェルを持つピラミッド型の花粉を作り、そこに卵を置いた。ミニスパチュラを使用して配置した（補足図1c、d）。ファルコンプレートは室温（25°C）および相対湿度70%で保管した。純水で処理した均質な花粉食を与えた対照幼虫と比較した。死亡率を記録し、分析天秤（Fisher Scientific、精度 = 0.0001 g）を使用して、幼虫が前蛹期に達するまで2日おきに幼虫の体重を測定した。最後に、2.5か月後に繭を開けて性比を評価した。
O. cornifrons の幼虫全体 (処理条件ごとに n = 3、マンコゼブ処理花粉と未処理花粉) から DNA を抽出し、これらのサンプルで微生物多様性分析を実施しました。特に、マンコゼブでは、MnZn を受け取った幼虫で最も高い死亡率が観察されたためです。DNA は、DNAZymoBIOMICS®-96 MagBead DNA キット (Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン) を使用して増幅、精製され、v3 キットを使用して Illumina® MiSeq™ でシーケンス (600 サイクル) されました。細菌 16S リボソーム RNA 遺伝子のターゲット シーケンスは、16S rRNA 遺伝子の V3-V4 領域をターゲットとするプライマーを使用して Quick-16S™ NGS Library Prep Kit (Zymo Research、カリフォルニア州アーバイン) を使用して実施されました。さらに、10% PhiXインクルージョンを用いて18Sシーケンス解析を行い、プライマーペア18S001とNS4を用いて増幅を行った。
QIIME2パイプライン（v2022.11.1）を使用して、ペアードリード39をインポートして処理します。これらのリードは、QIIME2のDADA2プラグイン（qiime dada2 noise pairing）40を使用してトリミングおよびマージされ、キメラ配列が除去されました。16Sおよび18Sクラスの割り当ては、オブジェクト分類器プラグインClassify-sklearnと事前学習済みアーティファクトsilva-138-99-nb-classifierを使用して実行されました。
すべての実験データは、正規性（シャピロ・ウィルクス検定）と分散の均一性（レーベン検定）についてチェックされました。データセットがパラメトリック分析の仮定を満たさず、変換によって残差が標準化されなかったため、処理が幼虫の生体重に及ぼす影響を評価するために、2 つの要因 [時間（3 段階の 2、5、8 日時点）と殺菌剤] を用いたノンパラメトリック 2 要因 ANOVA（クラスカル・ウォリス検定）を実行し、その後、ウィルコクソン検定を使用して事後ノンパラメトリック ペアワイズ比較を実行しました。殺菌剤が 3 つの殺菌剤濃度にわたって生存に及ぼす影響を比較するために、ポアソン分布を用いた一般化線形モデル（GLM）を使用しました 41,42。差分存在量分析では、アンプリコン配列バリアント（ASV）の数は属レベルで集約されました。 16S (属レベル) と 18S 相対存在量を用いたグループ間の差異存在量の比較は、位置、スケール、形状の一般化加法モデル (GAMLSS) と、マクロ . in Microbiome R43 (v1.1) でモデル化されたベータゼロ膨張 (BEZI) ファミリー分布を使用して実行されました。 1) 差分分析の前にミトコンドリア種と葉緑体種を除去します。 18S の分類レベルが異なるため、差分分析には各分類群の最下位レベルのみが使用されました。 すべての統計分析は R (v. 3.4.3.、CRAN プロジェクト) (Team 2013) を使用して実行されました。
マンコゼブ、ピリティオストロビン、トリフロキシストロビンへの曝露は、O. cornifronsの体重増加を著しく減少させた（図1）。これらの効果は、評価した3つの用量すべてにおいて一貫して観察された（図1a～c）。シクロストロビンとミクロブタニルは、幼虫の体重を著しく減少させなかった。
4つの餌処理（均質な花粉飼料 + 殺菌剤：コントロール、0.1X、0.5X、1X 用量）の下で 3 つの時点で測定された茎穿孔虫幼虫の平均生重量。(a) 低用量 (0.1X)：最初の時点 (1 日目)：χ2：30.99、DF = 6、P < 0.0001、2 番目の時点 (5 日目)：22.83、DF = 0.0009、3 番目の時点 (8 日目)：χ2：28.39、DF = 6、(b) 半量 (0.5X)：最初の時点 (1 日目)：χ2：35.67、DF = 6、P < 0.0001、2 番目の時点 (1 日目)：χ2：15.98、DF = 6、P = 0.0090 3 番目の時点 (8 日目) χ2: 16.47、DF = 6; (c) 部位または全量 (1X): 1 番目の時点 (1 日目) χ2: 20.64、P = 6; P = 0.0326、2 番目の時点 (5 日目): χ2: 22.83、DF = 6; P = 0.0009; 3 番目の時点 (8 日目): χ2: 28.39、DF = 6; ノンパラメトリック分散分析。棒グラフは、ペアワイズ比較 (α = 0.05) (n = 16) の平均 ± SE を表します。*P ≤ 0.05、**P ≤ 0.001、***P ≤ 0.0001。
最低用量（0.1X）では、幼虫の体重はトリフロキシストロビンで60%、マンコゼブで49%、ミクロブタニルで48%、ピリティストロビンで46%減少した（図1a）。半量の野外用量（0.5X）に曝露した場合、マンコゼブ幼虫の体重は86%、ピリティストロビンで52%、トリフロキシストロビンで50%減少した（図1b）。全野外用量（1X）のマンコゼブでは幼虫の体重が82%、ピリティストロビンでは70%、トリフロキシストロビン、ミクロブタニル、サンガードでは約30%減少した（図1c）。
マンコゼブ処理した花粉を与えた幼虫の死亡率が最も高く、次いでピリティオストロビン、トリフロキシストロビンの順であった。マンコゼブとピリティソリンの投与量が増加するにつれて死亡率も上昇した（図2、表2）。しかし、トリフロキシストロビンの濃度が上昇してもトウモロコシ穿孔虫の死亡率はわずかにしか増加せず、シプロジニルとキャプタンは対照処理と比較して死亡率を有意に増加させなかった。
6種類の異なる殺菌剤で個別に処理した花粉を摂取させた後の穿孔バエ幼虫の死亡率を比較した。マンコゼブとペントピラミドはトウモロコシミバエの経口曝露に対してより感受性が高かった（GLM：χ = 29.45、DF = 20、P = 0.0059）（直線、傾き = 0.29、P < 0.001；傾き = 0.24、P <0.00））。
平均して、すべての治療において、患者の 39.05% が女性で、60.95% が男性でした。対照治療では、女性の割合は、低用量 (0.1X) および半量 (0.5X) 試験の両方で 40%、フィールド用量 (1X) 試験で 30% でした。0.1X 用量では、マンコゼブとミクロブタニルで処理された花粉を与えられた幼虫のうち、成虫の 33.33% が女性、成虫の 22% が女性、成虫の幼虫の 44% が女性、成虫の幼虫の 44% が女性、成虫の幼虫の 41% が女性であり、対照群は 31% でした (図 3a)。 0.5倍の用量では、マンコゼブおよびピリティオストロビン群の成虫の33%が雌、トリフロキシストロビン群で36%、ミクロブタニル群で41%、シプロストロビン群で46%が雌であった。この数値は、キャプタン群では53%、対照群では38%であった（図3b）。1倍の用量では、マンコゼブ群の30%が雌、ピリティオストロビン群で36%、トリフロキシストロビン群で44%、ミクロブタニル群で38%、対照群の50%が雌であった（図3c）。
幼虫期殺菌剤曝露後の雌雄穿孔虫の割合。(a) 低用量 (0.1X)。(b) 半量 (0.5X)。(c) 現場用量または全量 (1X)。
16S 配列解析では、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫と未処理花粉を与えられた幼虫の間で細菌群が異なることが示された（図 4a）。未処理花粉を与えられた幼虫の微生物指数は、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫の微生物指数よりも高かった（図 4b）。グループ間の多様性の観察された差は統計的に有意ではなかったが、未処理花粉を与えられた幼虫で観察されたものよりも有意に低かった（図 4c）。相対存在量では、対照花粉を与えられた幼虫の微生物叢は、マンコゼブ処理花粉を与えられた幼虫の微生物叢よりも多様であることが示された（図 5a）。記述的解析では、対照サンプルとマンコゼブ処理サンプルに 28 属が存在することが明らかになった（図 5b）。c 18S 配列を用いた解析では、有意差は認められなかった（補足図 2）。
16S 配列に基づく SAV プロファイルを、門レベルでのシャノン リッチネスおよび観察されたリッチネスと比較した。(a) 未処理の花粉給餌またはコントロール (青) およびマンコゼブ給餌幼虫 (オレンジ) の全体的な微生物群集構造に基づく主座標分析 (PCoA)。各データ ポイントは個別のサンプルを表す。PCoA は、多変量 t 分布の Bray-Curtis 距離を使用して計算した。楕円は 80% 信頼水準を表す。(b) ボックス プロット、生のシャノン リッチネス データ (点)、および c. 観察されたリッチネス。ボックス プロットは、中央値線、四分位範囲 (IQR)、および 1.5 × IQR (n = 3) のボックスを示す。
マンコゼブ処理花粉と未処理花粉を摂取した幼虫の微生物群集の構成。(a) 幼虫における微生物属の相対存在量。(b) 同定された微生物群集のヒートマップ。Delftia (オッズ比 (OR) = 0.67、P = 0.0030) および Pseudomonas (OR = 0.3、P = 0.0074)、Microbacterium (OR = 0.75、P = 0.0617) (OR = 1.5、P = 0.0060)。ヒートマップの行は相関距離と平均接続性を使用してクラスタリングされています。
我々の研究結果は、開花期に広く使用されている接触型殺菌剤（マンコゼブ）および全身性殺菌剤（ピロストロビンおよびトリフロキシストロビン）を経口投与すると、トウモロコシ幼虫の体重増加が著しく減少し、死亡率が上昇することを示している。さらに、マンコゼブは前蛹期の微生物叢の多様性と豊富さを著しく低下させた。別の全身性殺菌剤であるミクロブタニルは、3つの投与量すべてにおいて幼虫の体重増加を著しく減少させた。この効果は、2日目（5日目）と3日目（8日目）の時点で顕著であった。対照的に、シプロジニルとキャプタンは、対照群と比較して体重増加や生存率を著しく低下させなかった。我々の知る限り、本研究は、トウモロコシ作物を保護するために使用されるさまざまな殺菌剤の圃場投与量の影響を、花粉への直接曝露によって明らかにした最初の研究である。
すべての殺菌剤処理は、対照処理と比較して体重増加を大幅に減少させた。マンコゼブは幼虫の体重増加に最も大きな影響を与え、平均で51%減少し、次いでピリティオストロビンであった。しかし、他の研究では、殺菌剤の野外投与が幼虫段階に悪影響を及ぼすことは報告されていない44。ジチオカルバメート系殺生物剤は急性毒性が低いことが示されているが45、マンコゼブなどのエチレンビスジチオカルバメート（EBDCS）は尿素エチレンスルフィドに分解する可能性がある。他の動物に対する変異原性効果を考慮すると、この分解生成物が観察された影響の原因である可能性がある46,47。これまでの研究では、エチレンチオ尿素の生成は、高温48、湿度レベル49、製品の保管期間50などの要因によって影響を受けることが示されている。殺生物剤の適切な保管条件は、これらの副作用を軽減することができる。さらに、欧州食品安全機関は、ピリティオプドの毒性について懸念を表明しており、ピリティオプドは他の動物の消化器系に対して発がん性があることが示されている51。
マンコゼブ、ピリティオストロビン、トリフロキシストロビンの経口投与は、トウモロコシ穿孔虫幼虫の死亡率を増加させる。対照的に、ミクロブタニル、シプロサイクリン、キャプタンは死亡率に影響を与えなかった。これらの結果は、キャプタンが成虫のO. lignariaとApis mellifera L.（膜翅目、ミツバチ科）の生存率を著しく低下させることを示したLadurnerら52の結果とは異なる。さらに、キャプタンやボスカリドなどの殺菌剤は、幼虫の死亡率52,53,54を引き起こしたり、摂食行動を変化させたりすることがわかっている55。これらの変化は、花粉の栄養価に影響を与え、最終的には幼虫期のエネルギー獲得に影響を与える可能性がある。対照群で観察された死亡率は、他の研究56,57と一致していた。
本研究で観察された雄に偏った性比は、以前VicensとBoschがO. cornutaについて示唆したように、開花期の交尾不足や悪天候などの要因によって説明できるかもしれない。本研究では雌雄ともに交尾に4日間（一般的に交尾成功に十分な期間と考えられている）を要したが、ストレスを最小限に抑えるため、意図的に光強度を下げた。しかし、この変更は意図せず交尾過程を妨害する可能性がある61。さらに、ミツバチは雨や低温（5℃未満）などの悪天候に数日間さらされることがあり、これも交尾成功に悪影響を与える可能性がある4,23。
本研究では幼虫のマイクロバイオーム全体に焦点を当てましたが、得られた結果は、ミツバチの栄養と殺菌剤への曝露に重要な役割を果たす可能性のある細菌群集間の潜在的な関係についての洞察を提供します。例えば、マンコゼブ処理した花粉を与えられた幼虫は、未処理の花粉を与えられた幼虫と比較して、微生物群集の構造と存在量が著しく減少していました。未処理の花粉を摂取した幼虫では、プロテオバクテリアとアクチノバクテリアの細菌群が優勢で、主に好気性または通性好気性でした。通常、単独性ミツバチ種と関連付けられるデルフト細菌は、抗生物質活性を持つことが知られており、病原体に対する潜在的な保護的役割を示しています。別の細菌種であるシュードモナスは、未処理の花粉を与えられた幼虫では豊富でしたが、マンコゼブ処理した幼虫では著しく減少していました。本研究の結果は、シュードモナスがO. bicornis35や他の単独性スズメバチ34で最も豊富な属の1つであることを示した以前の研究を裏付けています。 O. cornifrons の健康における Pseudomonas の役割に関する実験的証拠は研究されていませんが、この細菌は甲虫 Paederus fuscipes で保護毒素の合成を促進し、試験管内でアルギニン代謝を促進することが示されています 35, 65。これらの観察は、O. cornifrons 幼虫の発育期間中のウイルスおよび細菌防御における潜在的な役割を示唆しています。Microbacterium は、飢餓状態のアメリカミズアブの幼虫に多数存在すると報告されている、本研究で同定された別の属です 66。O. cornifrons 幼虫では、微生物がストレス条件下での腸内マイクロバイオームのバランスと回復力に貢献している可能性があります。さらに、Rhodococcus は O. cornifrons 幼虫に見られ、解毒能力があることで知られています 67。この属は A. florea の腸内にも見られますが、非常に少ない量です 68。我々の研究結果は、幼虫の代謝プロセスを変化させる可能性のある、多数の微生物分類群にわたる複数の遺伝的変異の存在を示している。しかしながら、O. cornifronsの機能的多様性についてより深く理解する必要がある。
要約すると、マンコゼブ、ピリティオストロビン、トリフロキシストロビンはトウモロコシ穿孔虫の幼虫の体重増加を抑制し、死亡率を増加させた。殺菌剤が花粉媒介昆虫に及ぼす影響への懸念が高まっているが、これらの化合物の残留代謝物の影響をより深く理解する必要がある。これらの結果は、殺菌剤の選択と散布時期の変更、または害の少ない代替品の使用の促進によって、果樹の開花前と開花中に特定の殺菌剤の使用を農家が回避するのに役立つ総合的な花粉媒介昆虫管理プログラムの推奨事項に組み込むことができる36。この情報は、殺菌剤の選択時や危険性の少ない代替品の使用促進時に、既存の散布プログラムを調整したり散布時期を変更したりするなど、農薬使用に関する推奨事項を作成する上で重要である。殺菌剤が性比、摂食行動、腸内細菌叢に及ぼす悪影響、およびトウモロコシ穿孔虫の体重減少と死亡の根底にある分子メカニズムについて、さらなる研究が必要である。
図1および図2のソースデータ1、2、3は、figshareデータリポジトリ（DOI: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996245 および https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996233）に登録されています。本研究で解析した配列（図4、5）は、NCBI SRAリポジトリ（アクセッション番号PRJNA1023565）で入手可能です。
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投稿日時：2024年5月14日
